Спосіб визначення впливу магнітного або електромагнітного поля на біологічні мембрани

Реферат: Спосіб визначення впливу магнітного або електромагнітного поля на біологічні мембрани включає введення в досліджувані мембрани флуоресцентних зондів, реєстрацію спектрів їх флуоресценції, проведення математичної обробки спектральних даних. Беруть набір флуоресцентних зондів, складений із зондів ряду орто-гідроксипохідних 2,5-діарил-1,3,4оксазолу, що мають різну локалізацією в ліпідному бішарі мембран. Для реєстрації спектрів використовують спектрофлуориметр, а за отриманими спектральними даними визначають інтенсивності флуоресценції зондів FA та FБ, відповідно, на довжинах хвиль А і Б діапазонів. UA 76399 U (54) СПОСІБ ВИЗНАЧЕННЯ ВПЛИВУ МАГНІТНОГО АБО ЕЛЕКТРОМАГНІТНОГО ПОЛЯ НА БІОЛОГІЧНІ МЕМБРАНИ UA 76399 U UA 76399 U 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 Корисна модель належить до способів дослідження впливу фізичних факторів на біологічні об'єкти у біології, екології, електротерапії, магнітотерапії, біохімії, біофізики і може бути використана для здійснення моніторингу змін у різних областях ліпідного бішару мембран під дією магнітного або електромагнітного поля, зокрема, для дозування біологічного впливу електромагнітних полів на організм людини. Електромагнітне випромінювання є важливим фактором зовнішнього середовища у сучасному світі. Людина зазнає впливу магнітного або електромагнітного поля під час своєї професійної діяльності та у побутових умовах (вплив електромагнітних та магнітних полів від побутової техніки та ліній високовольтних передач). В той же час поля електромагнітної природи використовуються у медицині як лікувальний засіб та метод діагностики, наприклад, ядерного магнітного резонансу (ЯМР). Все це обумовлює необхідність створення експрес методів оцінки впливу магнітного або електромагнітного поля на біологічні мембрани. Відомий спосіб визначення стану плазматичної мембрани після впливу на неї мікрохвильового випромінювання, який ґрунтується на застосуванні інфрачервоної спектроскопії з використанням методу перетворення Фур'є [1]. Згідно з цим способом, ліпосоми, які були під впливом мікрохвильового випромінювання, змішують з порошком броміду калію та пресують у диск, який використовують для реєстрації інфрачервоного спектра ліпосоми за допомогою інфрачервоного спектрофотометра. За різницею інфрачервоних спектрів ліпосом, що перебували під дією мікрохвильового випромінювання, порівняно з контролем, тобто з аналогічним спектром, виміряним для ліпосом за відсутності мікрохвильового випромінювання, роблять висновок про вплив мікрохвильового випромінювання на мембрани ліпосом. Основним недоліком цього способу є складність і неоднозначність інтерпретації спектральних результатів: одні і ті ж смуги поглинання в інфрачервоному спектрі можуть бути віднесені до поглинання різних фрагментів біологічної мембрани. Відомий спосіб визначення змін у біологічних мембранах під дією електромагнітного поля, який ґрунтується на дослідженні стану ліпідів у мембрані методом ЯМР - діагностики [2]. Цей спосіб було застосовано для вивчення структурних змін у ліпідах штучних ліпосом, створених з лецитину [2]. За допомогою методу протонного ЯМР було показано, що під впливом мікрохвильового випромінювання з частотою 900 МГц при питомому поглинанні SAR=12 Вт/кг протягом 5 г спостерігали гідроліз карбонових і фосфорних ефірів фосфоліпідів ліпосом. Основними недоліками цього способу є дуже висока ціна обладнання для ЯМР-спектроскопії та складність інтерпретації спектральних результатів. Відомий спосіб визначення порушення проникності мембран клітин внаслідок дії магнітного поля, який ґрунтується на застосуванні барвників (індигокарміну або трипанового синього): барвник швидко потрапляє всередину клітин з пошкодженою мембраною, клітини з непошкодженою мембраною (або клітини з менш пошкодженою мембраною) залишаються незабарвленими [3]. Недоліком цього способу є те, що він дозволяє визначати тільки такі пошкодження мембран, які призвели до утворення пор, і не дозволяє реєструвати порушення, спричинені дією магнітного поля на етапах, які ще не призводять до утворення пор. Найближчим аналогом за сукупністю суттєвих ознак до способу, що заявляється, є спосіб визначення впливу магнітного або електромагнітного поля на біологічні мембрани [4], який включає ведення в досліджувані мембрани флуоресцентних зондів, реєстрацію спектрів їх флуоресценції, проведення математичної обробки спектральних даних. При застосуванні зазначеного способу як флуоресцентний зонд берутьпірен. Флуоресцентний спектр введеного в мембрану пірену має дві смуги флуоресценції: смугу флуоресценції мономерів (393 нм) та смугу флуоресценції ексимерів (470 нм). Відношення інтенсивностей смуг флуоресценції ексимерів та мономерів пірену залежить від в'язкості оточення молекул цього зонда. За спектрами визначають інтенсивність флуоресценції F зонда на довжинах хвиль 393 нм і 470 нм, обчислюють відношення інтенсивностей F 470/F393 для біологічних мембран, що були під дією магнітного або електромагнітного поля і за зміною відношення F 470/F393 порівняно з аналогічним параметром, обчисленим для даного виду мембран за відсутності магнітного або електромагнітного поля, роблять висновок про вплив магнітного або електромагнітного поля на біологічні мембрани. Основним недоліком цього способу є те, що в мембранах пірен локалізується тільки у дуже гідрофобній області ліпідного бішару: у центрі ліпідного бішару та в області метиленових ланцюжків фосфоліпідів біля центру ліпідного бішару. Отже, пірен не дозволяє здійснювати моніторинг змін в інших, більш полярних областях ліпідного бішару, наприклад, в області гліцеринових залишків фосфоліпідів і в області карбонільних груп фосфоліпідів. 1 UA 76399 U 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 В основу корисної моделі поставлена задача створення такого способу визначення впливу магнітного або електромагнітного поля на біологічні мембрани, який, за рахунок використання набору інших мембранних зондів, дозволив би здійснювати моніторинг змін у різних областях ліпідного бішару мембран: як полярних, так і гідрофобних, точніше встановлювати локалізацію змін в ліпідному бішарі, а також підвищити достовірність визначення змін в мембранах, за рахунок зіставлення даних для зондів з різною локалізацією в ліпідному бішару мембран. Поставлена задача вирішується тим, що в способі, вибраному за найближчий аналог, який включає введення в досліджувані мембрани флуоресцентних зондів, реєстрацію спектрів їх флуоресценції, проведення математичної обробки спектральних даних, згідно з корисною моделлю, беруть набір флуоресцентних зондів, складений із зондів ряду орто-гідроксипохідних 2,5-діарил-1,3,4-оксазолу, що мають різну локалізацією в ліпідному бішарі мембран, для реєстрації спектрів використовують спектрофлуориметр, а за отриманими спектральними даними визначають інтенсивності флуоресценції зондів FA та FБ, відповідно, на довжинах хвиль А і Б діапазонів, де діапазон А знаходиться в межах 370-425 нм, а діапазон Б - в межах 450-600 нм. А також, для кожного зонда з набору обчислюють відношення значень інтенсивності флуоресценції зондів FБ/FA для мембран, що попередньо перебували під впливом магнітного поля, і за зменшенням відношення FБ/FA, порівняно з аналогічним параметром, виміряним для даного виду мембран за відсутності попереднього впливу магнітного поля, роблять висновок про вплив магнітного поля на біологічні мембрани. Крім того, для кожного зонда з набору обчислюють відношення значень інтенсивності флуоресценції зондів FБ/FA для мембран, що попередньо перебували під впливом електромагнітного поля, і за зменшенням відношення FБ/FA, порівняно з аналогічним параметром, виміряним для даного виду мембран за відсутності попереднього впливу електромагнітного поля, роблять висновок про вплив електромагнітного поля на біологічні мембрани. Орто-гідроксипохідні 2,5-діарил-1,3,4-оксазолу здатні до ізомеризації в збудженому електронному стані з утворенням нормальної (N*) і таутомерної (Т*) форм [5]. Положення й інтенсивність смуг флуоресценції кожної з форм залежать від параметрів оточення їх молекул, таких як: полярність, в'язкість і від здатності утворювати міжмолекулярні водневі зв'язки [6]. У мембранах орто-гідроксипохідні 2,5-діарил-1,3,4-оксазолу локалізуються відповідно до ліпофільності зондів [7]: 2-(2'-ОН-феніл)-5-феніл-1,3-оксазол (зонд О1О) - в області гліцеринових залишків фосфоліпідів (ближче до центру ліпідного бішару), в області карбонільних груп фосфоліпідів і в області метиленових ланцюжків фосфоліпідів, прилеглих до області карбонільних груп; 2-(2'-ОН-феніл)-5-(4'-феніл-феніл)-1,3-оксазол (зонд О6О) - в області карбонільних груп фосфоліпідів і в області метиленових ланцюжків фосфоліпідів біля полярної частини бішару; 2-(2'-ОН-феніл)-9,10-фенантр-1,3-оксазол (зонд РН7) - в області метиленових ланцюжків фосфоліпідів біля центру ліпідного бішару і в центрі ліпідного бішару мембран. Використання набору флуоресцентних зондів з різною локалізацією в ліпідному бішарі мембран для визначення мембранотропної активності кріопротектора дозволяє: - здійснювати моніторинг змін у різних областях ліпідного бішару мембран; - точніше встановити локалізацію змін у ліпідному бішарі мембран; - підвищити достовірність визначення змін у мембранах за рахунок зіставлення даних для зондів з різною локалізацією в ліпідному бішарі мембран. Спосіб здійснюють таким чином. Кожний із флуоресцентних зондів набору (ряд орто-гідроксипохідних 2,5-діарил-1,3,4-оксазолу) додають кількістю 10 мкл до 2 мл суспензії штучних або природних мембран, що не були під дією магнітного або електромагнітного поля, у вигляді ацетонітрильного розчину з початковою -4 концентрацією 2•10 М. Кінцева концентрація зонда в суспензії досліджуваних мембран складе -6 1•10 М. Після 60-хвилинної інкубації зразка із зондом вимірюють його спектр флуоресценції, вибираючи довжину хвилі збудження в області 330 нм. За отриманими спектрами флуоресценції для кожного із зондів знаходять значення інтенсивностей F A і FБ, виміряні на довжинах хвиль А і Б діапазонів, де діапазон А знаходиться в межах 370-425 нм, а діапазон Б знаходиться в межах 450-600 нм і визначають співвідношення FБ/FA. Аналогічні вимірювання проводять для зразків, що перебували під дією магнітного або електромагнітного поля. За виміряними значеннями інтенсивностей флуоресценції зондів обчислюють відношення F Б/FA для мембран, що перебували під дією магнітного або електромагнітного поля, і по зменшенню відношення FБ/FA, порівняно з контролем, тобто з аналогічним параметром, виміряним для даного виду мембран за відсутності магнітного або електромагнітного поля, роблять висновок про вплив магнітного або електромагнітного поля на мембрани. 2 UA 76399 U 5 10 15 20 Приклад 1 Флуоресцентні зонди (ряд орто-гідроксипохідних 2,5-діарил-1,3,4-оксазолу) розчиняли в -4 ацетонітрилі до початкової концентрації кожного із зондів 2•10 М. 10 мкл ацетонітрильного розчину зонда додавали до 2,0 мл суспензії клітин букального епітелію людини. Клітини букального епітелію зіскоблювали за допомогою тупого шпателя з внутрішньої поверхні щоки, потім суспендували у буферний розчин (3,03 мМ фосфатний буфер (рН=7,0) з додаванням 2,89 мМ хлориду кальцію). Клітини зберігають з моменту вилучення з організму донора не більш 4 годин при температурі 20-25 °C. Світлорозсіювання суспензії клітин, оцінюване за поглинанням на довжині хвилі 400 нм, знаходилося в межах 0,24-0,25. Молярне відношення ліпід/зонд складало 1000:1. Флуоресцентні зонди інкубували з клітинами букального епітелію людини протягом 60 хв. і реєстрували спектри флуоресценції зондів в області 340-600 нм на спектрофлуориметрі Hitachi F4010 (Японія) при ширині щілин монохроматорів збудження і флуоресценції 5 нм і 5 нм, відповідно, та довжині хвилі збудження 330 нм. Після цього з отриманих спектрів знаходили максимуми флуоресценції зондів на довжинах хвиль А і Б, які вибирали при 375 і 480 нм, відповідно, для зонда 010, і при 410 і 480 нм, відповідно, для зонда О6О і при 420 і 480 нм, відповідно, для зонда РН7. Для кожного із зондів обчислювали відношення інтенсивностей флуоресценції FБ/FA. Аналогічні виміри проводили для зразків клітин, що перебували під дією магнітного поля (флуоресцентні зонди додавали до суспензії клітин через 10 хвилин після дії магнітного поля), і для кожного із зондів обчислювали відношення інтенсивностей флуоресценції FБ/FA: відношення F480/F375 для зонда О1О, відношення F480/F410 для зонда О6О і відношення F480/F420 для зонда РН7. За різницею величин відношень FБ/FA для контрольних мембран і мембран, що перебували під дією магнітного поля оцінювали порушення структури мембран і локалізацію цих змін у мембранах. Отримані результати фіксували в табл. 1. 25 Таблиця 1 Вплив магнітного поля (25 мТл) на стан плазматичної мембрани (час впливу 10 хвилин) FБ/FA Зонд Контроль 14,0 5,1 1,7 010 (F480/F375) 060 (F480/F410) РН7 (F480/F420) 30 35 40 45 50 Дослід 10,0 3,1 1,3 Для створення магнітного поля було застосовано пристрій впливу обертовим магнітним полем вихрового типу на біологічні об'єкти, який має привід, виконаний з можливістю зміни напрямку і швидкості обертання, та складене з декількох постійних магнітів у вигляді дисків джерело магнітного поля, закріплене на валу цього привода [8]. Впливу магнітного поля піддавали суспензію клітин. Час впливу магнітного поля складав 10 хвилин. Індукція магнітного поля на рівні об'єкта складала 25 мТл. Зменшення величини відношення FБ/FA зондів О1О і О6О для мембран, що попередньо перебували під дією магнітного поля, свідчить про збільшення протоноакцепторної здатності й полярності мікрооточення цих зондів в мембрані. Таке збільшення протоноакцепторної здатності й полярності мікрооточення зондів О1О і О6О під дією магнітного поля віднесено до зростання гідратації в областях локалізації цих зондів: в області гліцеринових залишків фосфоліпідів, в області карбонільних груп фосфоліпідів і в області метиленових ланцюжків фосфоліпідів прилеглих до області карбонільних груп фосфоліпідів. Зважаючи на те, що зонд РН7 локалізується у дуже гідрофобних (внутрішніх) областях ліпідного бішару, зменшення величини відношення F 480/F420 зонда РН7 під дією магнітного поля було віднесено до зменшення числа молекул зонда РН7, які встигли проникнути до мембрани за 60 хв інкубації. Таке зменшення швидкості проникнення зонда РН7 добре узгоджується з вищезгаданим зростанням гідратації більш полярних поверхневих областей ліпідного бішару під дією магнітного поля. Приклад 2 Флуоресцентні зонди (ряд орто-гідроксипохідних 2,5-діарил-1,3,4-оксазолу) розчиняли в -4 ацетонітрилі до початкової концентрації кожного із зондів 2•10 М. 10 мкл ацетонітрильного розчину зонда додавали до 2,0 мл суспензії клітин букального епітелію людини, інкубували 60 хв і реєстрували спектри флуоресценції зондів, як описано в прикладі 1. Визначали інтенсивності флуоресценції зондів на довжинах хвиль А і Б, які вибирали при 375 і 480 нм, 3 UA 76399 U 5 відповідно, для зонда О1О, і при 410 і 480 нм, відповідно, для зонда О6О і при 420 і 480 нм, відповідно, для зонда РН7. Для кожного із зондів обчислювали відношення інтенсивностей флуоресценції FБ/FA. Аналогічні виміри проводили для зразків клітин, що перебували під дією 2 мікрохвильового опромінення (щільність потужності на рівні об'єкта - 10 мкВт/см ), і для кожного із зондів обчислювали відношення інтенсивностей флуоресценції F Б/FA: відношення F480/F375 для зонда О1О, відношення F480/F410 для зонда О6О і відношення F480/F420 для зонда РН7. За різницею величин відношень FБ/FA для контрольних мембран і мембран, що перебували під дією електромагнітного поля оцінювали порушення структури мембран і локалізацію цих змін у мембранах. Отримані результати фіксували в табл. 2. 10 Таблиця 2 Вплив електромагнітного поля (мікрохвильового опромінення, 2 10 мкВт/см ) на стан плазматичної мембрани (час впливу 10 секунд) FБ/FA Зонд Контроль 14,0 5,1 1,7 010 (F480/F375) 060 (F480/F410) РН7 (F480/F420) 15 20 25 30 35 40 45 Дослід 12,6 5,2 1,5 Для мікрохвильового опромінення зразка використовували випромінювач, що генерує мікрохвильове випромінювання з частотою 36,64 ГГц. Щільність потужності на рівні об'єкта 2 складала 10 мкВт/см . Час опромінювання - 10 секунд. Флуоресцентні зонди додавали до суспензії клітин через 10 хвилин після мікрохвильового опромінення. Відсутність значних змін відношення F480/F375 зонда О6О для мембран, що перебували під дією електромагнітного поля, свідчить про відсутність значних змін в області локалізації цього зонда: в області карбонільних груп фосфоліпідів і в області метиленових ланцюжків фосфоліпідів прилеглих до області карбонільних груп фосфоліпідів. Зменшення величини відношення F480/F375 зонда О1О для мембран, що перебували під дією електромагнітного поля, свідчить про збільшення протоноакцепторної здатності й полярності мікрооточення цього зонда в мембрані. Таке збільшення протоноакцепторної здатності й полярності мікрооточення зонда О1О під дією магнітного поля віднесено до зростання гідратації в одній із областей локалізації цього зонда - в області гліцеринових залишків фосфоліпідів. Зважаючи на те, що зонд РН7 локалізується у дуже гідрофобних (внутрішніх) областях ліпідного бішару, а також, зважаючи на вищезгадану відсутність значних змін для зонда О6О, який має локалізацію у мембрані ближче до поверхні бішару, невелике зменшення величини відношення F480/F420 зонда РН7 під дією електромагнітного поля було віднесено до зменшення числа молекул зонда РН7, які встигли проникнути до мембрани за 60 хв інкубації. Таке зменшення швидкості проникнення зонда РН7 добре узгоджується з вищезгаданим зростанням гідратації більш поверхневої області ліпідного бішару - області гліцеринових залишків фосфоліпідів. Приклад 3 Флуоресцентні зонди (ряд орто-гідроксипохідних 2,5-діарил-1,3,4-оксазолу) розчиняли в -4 ацетонітрилі до початкової концентрації кожного із зондів 2•10 М. 10 мкл ацетонітрильного розчину зонда додавали до 2,0 мл суспензії клітин букального епітелію людини, інкубували 60 хв. і реєстрували спектри флуоресценції зондів, як описано в прикладі 1. Визначали інтенсивності флуоресценції зондів на довжинах хвиль А і Б, які вибирали при 375 і 480 нм, відповідно, для зонда 010, і при 410 і 480 нм, відповідно, для зонда О6О і при 420 і 480 нм, відповідно, для зонда РН7. Для кожного із зондів обчислювали відношення інтенсивностей флуоресценції FБ/FA. Аналогічні виміри проводили для зразків клітин, що попередньо перебували під дією мікрохвильового опромінення (щільність потужності на рівні об'єкта - 100 2 мкВт/см ), і для кожного із зондів обчислювали відношення інтенсивностей флуоресценції F Б/FA : відношення F480/F375 для зонда О1О, відношення F480/F410 для зонда О6О і відношення F480/F420 для зонда РН7. За різницею величин відношень F Б/FA для контрольних мембран і мембран, що перебували під дією електромагнітного поля оцінювали порушення структури мембран і локалізацію цих змін у мембранах. Отримані результати фіксували в таблиці 3. Для мікрохвильового опромінення зразка використовували випромінювач, як описано в 2 прикладі 2. Щільність потужності на рівні об'єкта складала 100 мкВт/см . Час опромінювання - 10 4 UA 76399 U секунд. Флуоресцентні зонди мікрохвильового опромінення. додавали до суспензії клітин через 10 хвилин після Таблиця 3 2 Вплив електромагнітного поля (мікрохвильового опромінення, 100 мкВт/см ) на стан плазматичної мембрани (час впливу 10 секунд) FБ/FA Зонд Контроль 14,0 5,1 1,7 010 (F480/F375) 060 (F480/F410) РН7 (F480/F420) 5 10 15 20 25 30 35 40 Дослід 12,4 5,1 1,3 Відсутність змін відношення F480/F375 зонда О6О для мембран, що перебували під дією електромагнітного поля, свідчить про відсутність змін в області локалізації цього зонда: в області карбонільних груп фосфоліпідів і в області метиленових ланцюжків фосфоліпідів, прилеглих до області карбонільних груп фосфоліпідів. Зменшення величини відношення F480/F375 зонда О1О для мембран, що перебували під дією електромагнітного поля, свідчить про збільшення протоноакцепторної здатності й полярності мікрооточення цього зонда в мембрані. Таке збільшення протоноакцепторної здатності й полярності мікрооточення зонда О1О під дією магнітного поля віднесено до зростання гідратації в одній із областей локалізації цього зонда - в області гліцеринових залишків фосфоліпідів. Зважаючи на те, що зонд РН7 локалізується у дуже гідрофобних (внутрішніх) областях ліпідного бішару, а також, зважаючи на вищезгадану відсутність змін для зонда О6О, який має локалізацію у мембрані ближче до поверхні бішару, невелике зменшення величини відношення F480/F420 зонда РН7 під дією електромагнітного поля було віднесено до зменшення числа молекул зонда РН7, які встигли проникнути до мембрани за 60 хв. інкубації. Таке зменшення швидкості проникнення зонда РН7 добре узгоджується з вищезгаданим зростанням гідратації більш поверхневої області ліпідного бішару - області гліцеринових залишків фосфоліпідів. Джерела інформації: 1. Mady M.M., Allam M.A. The influence of low power microwave on the properties of DPPC vesicles // Phys Med. 2012, V. 28, N 1, P. 48-53. 2. Gaber M.H., Abd El Halim N., Khalil W.A. Effect of Microwave Radiation on the Biophysical Properties of Liposomes // Bioelectromagnetics.-2005-V.26-P. 194-200. 3. Патент UA № 55856, МПК C12N5/00, A61N2/06. Бюл. № 24, 2010 р. /Спосіб визначення біологічного ефекту магнітного поля. 4. Бордюшков Ю.Н., Горошинская И.А., Франциянц Е.М., Ткачева Г.Н., Горло Е.И., Нескубина И.В. Структурно-функциональные изменения мембран лимфоцитов и эритроцитов под воздействием переменного магнитного поля // Вопросы медицинской химии. - 2000. - № 1. С. 72-80. 5. Дорошенко А.О., Посохов Е.А., Шершуков В.М., Митина В.Г., Пономарев О.А. Реакция внутримолекулярного переноса протона в возбужденном состоянии в ряду ортогидроксипроизводных 2,5-диарилоксазола. // Химия высоких энергий. - 1997. - Т.31, №6. - С. 395-402. 6. Doroshenko A.O., Posokhov E.A., Verezubova A.A., Ptyagina L.M., Skripkina V.T., Shershukov V.M. Radiationless deactivation of the excited phototautomer form and molecular structure of ESIPTcompounds // Photochemical and.Photobiological Sciences. - 2002. - Vol.1. - P. 92-99. 7. Посохов Е.А., Бойко Т.П., Абманова Н.А., Бойко Т.П., Дорошенко А.О. Орто-гидрокси производные 2,5-дифенил-1,3-оксазола и 2,5-дифенил-1,3,4-оксадиазола в качестве флуоресцентных зондов для медико-биологических исследований // Вестник Харьковского университета. Химия. - 2001. - Вып. 7(30), №532. - С. 192-194. 8. Патент UA № 38540, МПК A61N2/12. Бюл. № 1, 2009 р. /Пристрій впливу обертовим магнітним полем вихрового типу на біологічні об'єкти. 45 ФОРМУЛА КОРИСНОЇ МОДЕЛІ 50 1. Спосіб визначення впливу магнітного або електромагнітного поля на біологічні мембрани, що включає введення в досліджувані мембрани флуоресцентних зондів, реєстрацію спектрів їх флуоресценції, проведення математичної обробки спектральних даних, який відрізняється 5 UA 76399 U 5 10 15 тим, що беруть набір флуоресцентних зондів, складений із зондів ряду орто-гідроксипохідних 2,5-діарил-1,3,4-оксазолу, що мають різну локалізацією в ліпідному бішарі мембран, для реєстрації спектрів використовують спектрофлуориметр, а за отриманими спектральними даними визначають інтенсивності флуоресценції зондів FA та FБ, відповідно, на довжинах хвиль А і Б діапазонів, де діапазон А знаходиться в межах 370-425 нм, а діапазон Б - в межах 450-600 нм. 2. Спосіб за п. 1, який відрізняється тим, що для кожного зонда з набору обчислюють відношення значень інтенсивності флуоресценції зондів FБ/FA для мембран, що попередньо перебували під впливом магнітного поля, і за зменшенням відношення FБ/FA, порівняно з аналогічним параметром, виміряним для даного виду мембран за відсутності попереднього впливу магнітного поля, роблять висновок про вплив магнітного поля на біологічні мембрани. 3. Спосіб за п. 1, який відрізняється тим, що для кожного зонда з набору обчислюють відношення значень інтенсивності флуоресценції зондів FБ/FA для мембран, що попередньо перебували під впливом електромагнітного поля, і за зменшенням відношення FБ/FA, порівняно з аналогічним параметром, виміряним для даного виду мембран за відсутності попереднього впливу електромагнітного поля, роблять висновок про вплив електромагнітного поля на біологічні мембрани. Комп’ютерна верстка В. Мацело Державна служба інтелектуальної власності України, вул. Урицького, 45, м. Київ, МСП, 03680, Україна ДП “Український інститут промислової власності”, вул. Глазунова, 1, м. Київ – 42, 01601 6