Спосіб визначення функціональної активності клітин периферичної крові

Спосіб визначення функціональної активності клітин периферичної крові, що включає фіксацію й фарбування свіжоприготовлених мазків крові, цитохімічне виявлення відповідного показника, який відрізняється тим, що зображення 3 29060 застосування морфологічного аналізу зображень при дослідженні мазків крові. Відповідно до корисної моделі, спосіб визначення функціональної активності клітин периферичної крові включає фіксацію й фарбування свіжоприготовлених мазків крові, цитохімічне виявлення відповідного показника й відрізняється тим, що зображення пофарбованої клітини вводять у комп'ютер і піддають цифровій обробці за допомогою системи фільтрів, потім проводять виділення пофарбованих клітин, визначають площу клітини (S), площу активної (пофарбованої) цитоплазми (Sа), оптичну щільність цитоплазми (ОD), і по формулі QIC = OD ´ Sa / S визначають інтегральний показник QIС, що прямо пропорційно характеризує функціональну активність клітин периферичної крові. Результатом цифрової обробки за допомогою системи фільтрів є нове зображення з відсутністю перекручувань і перешкод. Оптична щільність (OD) пофарбованої частини цитоплазми відповідає ступеню фарбування. OD виміряється в умовних одиницях і лежить у діапазоні значень від 0 до 255ум.од. QІС є інтегральним показником, що залежить не тільки від розмірів і інтенсивності пофарбованої частини цитоплазми, але й від розмірів самої клітини, що неможливо врахувати при інших типах досліджень. Мазки крові готуються й офарблюються по стандартних методиках, що дозволяє виявити наявність тієї або іншої речовини в клітинах. У кожному мазку досліджується 45-50 клітин. При такій побудові експерименту можливе обчислення таких числових характеристик як максимальне й мінімальне значення, середнє арифметичне, середнє квадратичне відхилення, значень моди, медіани, побудова гістограми розподілу клітин. Приклад конкретного виконання способу. Розглянемо застосування даного способу на прикладі дослідження зміни активності пероксидази сегментоядерних нейтрофілів крові пацюків при впливі факторів різної природи й інтенсивності. У якості низькоінтенсивного впливу застосовували електромагнітне випромінювання надвисокої частоти (ЕМВ НВЧ). Як фактор високої інтенсивності використали обмеження рухливості (гіпокінезия, ГК), що викликає розвиток в організмі стрес-реакції. Використання цих факторів пов'язане з тим, що доведено високу чутливість біологічних об'єктів до цих впливів. Дослідження виконані на 64 безпородних білих пацюках-самцях масою 120-150г. Для експерименту відбирали тварин однакового віку, що характеризуються середнім рівнем рухової активності й низькою емоційністю в тесті "відкритого поля", які згідно нашим і літературним даним переважають у популяції, тому можна затверджувати, що саме в цих тварин розвивається найбільш типова реакція на будьякий вплив. Подібний добір дозволив сформувати однорідні групи тварин, що однотипно реагують на дію різних факторів. 4 Попередньо відібрані тварини були розділені на чотири групи по 16 особин у кожній. До першої групи були віднесені тварини, що втримувалися у звичайних умовах віварію (біологічний контроль, К). Тварини другої гр упи піддавалися ізольованому впливу ЕМВ НВЧ (НВЧ). Третю групу склали пацюка, піддані дії ГК стресу, що створювався приміщенням пацюків у спеціальні піни з оргскла, у яких вони перебували протягом дев'яти днів експерименту по 22 години на добу. У четверту груп у ввійшли тварини, що перебували в умовах ГК і одночасно піддавалися впливу ЕМВ НВЧ (КВЧ+ГК). Вплив ЕМВ НВЧ здійснювалося протягом дев'яти діб за допомогою генератора "Промінь. КВЧ-071" (l=7,1мм, щільність потоку потужності 0,1мвт/див2) на потилично-комірцеву зону по 30хв щодня протягом дев'яти днів. Забор крові здійснювався шляхом пункції хвостової вени на дев'яту добу експерименту. Мазки крові офарблювали по методу J. Graham [Лилли Р. Патогистологическая техника и практическая гистохимия. - М.: Мир, 1969. - 645с.] і досліджували за допомогою системи морфометричного аналізу. Для цього використали мікроскоп "Zeiss", Пзс-відеокамеру (SК-2046), плату відеозахоплення (дозвіл 640×480), персональний комп'ютер і пакет проблемноорієнтованого програмного забезпечення морфометр "Іmagе-Рrо". Для статистичної обробки використався стандартний пакет статистичних програм Statistika 6.0. Результати дослідження представлені у таблиці. Достовірних розходжень між розмірами нейтрофілів у тварин різних експериментальних груп виявлено не було. Тоді як QІС мієлопероксидази нейтрофілів змінювався різнонаправлено при різних впливах. Перелік фігур креслення. Фіг.1 Гістограма розподілу значень кількісного показника вмісту пероксідази сегментоядерних нейтрофилів крові щурів тварин контрольної групи (К) і за дією ЕМВ НВЧ (НВЧ) на дев'яту добу експерименту. Фіг.2 Гістограма розподілу значень кількісного показника вмісту пероксідази сегментоядерних нейтрофилів крові щурів тварин контрольної групи (К) і за дією гипокінезії (ГК) на дев'яту добу експерименту. Фіг.3 Гістограма розподілу значень кількісного показника вмісту пероксідази сегментоядерних нейтрофилів крові щурів тварин контрольної групи (К) і за комбінованою дією ЕМВ НВЧ (НВЧ) і гипокінезії (ГК) на дев'яту добу експерименту. При ізольованій дії ЕМВ НВЧ на тварин відбулося достовірне збільшення кількісного показника вмісту на 11,6% (р