Живильне середовище для росту бактерій, які знаходяться у повітрі виробничих приміщень

Корисна модель стосується медичної та ветеринарної мікробіології і може бути використана в науководослідних і виробничих лабораторіях медичного та ветеринарного профілю для визначення кількості мікроорганізмів в повітрі виробничих приміщень. У медичній та ветеринарній мікробіології відомі способи оцінки кількості мікроорганізмів в повітрі виробничих приміщень та живильні середовища для їх виділення. Найбільш близьким до заявленого живильного середовища є живильне середовище для росту бактерій, які знаходяться у повітрі виробничих приміщень - м'ясопептонний агар (МПА), яке містить сухий ферментативний пептон, агар-агар і воду [див. Асонов Н.Р. Практикум по микробиологии. М. Агропромиздат, 1998. С.72-75]. Недоліком живильного середовища є повільне зростання бактерій на ньому, що подовжує строк витримки посівного матеріалу у термостаті. В основу корисної моделі покладено завдання створити таке живильне середовище для росту бактерій, які знаходяться у повітрі виробничих приміщень, у якому за рахунок нового складу компонентів, їх кількісного співвідношення стало можливим скоротити тривалість інкубування матеріалу до 24 годин, а час проведення досліджень скоротити на 50%. Для вирішення завдання запропоноване живильне середовище для росту бактерій, які знаходяться у повітрі виробничих приміщень, що містить сухий ферментативний пептон, агар-агар, воду, яке, згідно з корисною моделлю, додатково містить суху адаптовану молочну суміш із залізом - Nestogen при такому співвідношенні, мас.%; агар-агар 1-2;сухий ферментативний пептон 3-6; Nestogen 0,5-1,0; вода решта. У переважному варіанті вміст заліза в 100мл готового живильного середовища становить не менше 0,060,18мг. За рахунок нових ознак: нового складу живильного середовища створюється синергетичний ефект, що обумовлює скорочення тривалості інкубування матеріалу з одночасним підвищенням чутливості методу, і як результат - значне скорочення тривалості досліджень на 50%. Ефективність запропонованого живильного середовища полягає у його специфічності, прискореному росту в первинних посівах матеріалу. В результаті досліджень встановлено, що на середовищі, що використане як прототип, ріст бактерій з повітря з'явився через 24 годин, через 48год. їх кількість значно збільшується. На запропонованому середовищі через 24 години після термостатування відмічався ріст усі х культур. Через 72 години спостерігався газонний ріст колоній. Конкретні приклади. Приклад 1 Досліди проводили при мінімальних концентраціях всіх компонентів живильного середовища, мас.%: агарагар 1,0; сухий ферментативний пептон 3,0; Nestogen 0,5; вода решта. Паралельно готували м’ясопептонний агар за загальноприйнятою методикою (прототип). Визначення бактерій повітря в приміщенні проводили за способом Коха. Приготовлені чашки Петрі з контрольним (прототипом) і дослідним середовищем ставили у різних місцях приміщення разом контрольне і дослідне середовище і відкривали на 5 хвилин, а потім закривали. Дослідні чашки з посівами обробляли електромагнітним опроміненням, з потужністю 8Герц, 50Вт. протягом 30 хвилин, після чого термостатували 24-48 години при температурі 36±1°С. Облік результатів проводили через 24 та 48 годин. Мікробне число повітря визначали після підрахунку колоній, що виросли, використовуючи правило Омелянського. Підраховують кількість колоній, що виросли на середовищах і робили розрахунки на 1м 3 повітря. За Омелянським на площу 100см 2 протягом 5хв. осідає така кількість мікроорганізмів, яка міститься в 10л. повітря. В результаті оцінки (через 24год. інкубації в термостаті) в літній період число мікроорганізмів у 1м 3 повітря в закритому приміщені становила в тис/м 3 з використанням прототипу (МПА) - 2,45±0,31м.т., тоді як на запропонованому середовищі цей показник становив - 3,89±0,20м.т. Така ж закономірність спостерігалась і через 48год. інкубації в термостаті контрольного і дослідного середовища, тобто на контрольному було 3,17±0,26м.т., а на дослідному показник майже не змінився 3,91±0,24м.т., що вказує на стимуляційні властивості запропонованого методу. Слід визначити, що на кінець третьої доби на дослідному середовищі з'явився газонний ріст, а на прототипному середовищі збільшились в діаметрі колонії. Приклад 2 Методика досліджень проводилась по схемі, як в прикладі 1, але кількість компонентів була середньою в межах зазначених інтервалів. Так для живильного середовища ця кількість складала, мас.%: агар-агар 1,5; сухий ферментативний пептон 4,0; Nestogen 0,5; вода решта. Дія електромагнітного опромінення була протягом 40 хв. при 8 герц і 50Вт. Результати досліджень в порівнянні з прикладом 1 суттєвої різниці не мали. Приклад 3 Методика досліджень проводилась по схемі, як в прикладі 1, але кількість компонентів в живильному середовищі була максимальною в межах зазначених інтервалів. Так для живильного середовища ця кількість складала, мас.%: агар-агар 2,0; сухий ферментативний пептон 6,0; Nestogen 1,0; вода решта. Дослідні чашки обробляли електромагнітним опроміненням з потужністю 8Герц, 50Вт протягом 60 хвилин, після чого термостатували. В результаті досліджень встановлено, що ріст колоній через 24 години був більш інтенсивний, ніж у прикладі 1 на дослідних чашках, але по кількості отриманих колоній достовірно значущої різниці не спостерігалось. Газонний ріст з'явився на другу добу на дослідних чашках Петрі. Запропоноване поживне середовище просте за способом його приготування, скорочує термін дослідження, зручне при зберігання і транспортуванні. Всі компоненти заявлених складових продаються в Україні, що є досить зручним для виробничих, науково-дослідних лабораторій ветеринарного та медичного профілю.