Спосіб визначення впливу випромінювання фотонної матриці коробова на здатність до формування біоплівок мікроорганізмами in vitro

Реферат: Спосіб визначення впливу випромінювання фотонної матриці Коробова на здатність до формування біоплівок мікроорганізмами in vitro, що включає вимірювання оптичної щільності плівки, утвореної мікроорганізмами, збудниками гнійно-запальних процесів, на поверхні комірок полістиролової панелі після інкубації інокуляту впродовж 18-24 години, крім того, перед інкубацією інокульовані дослідні ізоляти розміщують у зону дії фотонної матриці Коробова та опромінюють протягом не менш ніж 15 хвилин, а потім за порівнянням оптичної щільності дослідних та контрольних сформованих біоплівок роблять висновок про ступінь плівкоутворення. UA 80293 U (12) UA 80293 U UA 80293 U 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 Корисна модель належить до експериментальної медицини, а саме до мікробіології, і може бути використана для визначення впливу оптичного випромінювання, зокрема, при гнійнозапальних процесах, на здатність ізолятів - збудників гнійно-запальних процесів, до формування біоплівок. Протягом останніх десятиріч накопичилася достатня кількість експериментальних даних, які свідчать про складну організацію мікробних спільнот у природних умовах проживання. На зміну концепції єдиного мікробного збудника інфекційних захворювань прийшли теорії асоціації мікробних спільнот - біоплівок [1]. У теперішній час проведені багаточисленні дослідження фахівцями різних країн щодо вивчення формування біоплівок мікроорганізмів та впливу на них фізико-біологічних факторів, які зможуть блокувати здатність до формування біоплівки. Так, цілий напрямок досліджень з приводу впливу на біоплівки мікроорганізмів було проведено у Санкт-Петербурзькому державному медичному університеті ім. І.П. Павлова. Фахівцями було вивчено роль позаклітинної ДНК й ліпідів матриксу у взаємодії бактерій біоплівок з антибіотиками. Було встановлено, що оболонка й зовнішній матрикс біоплівок вивчених штамів містить велику кількість ліпідів аналогічних таким, що знаходиться у мембранах мікроорганізмів спілки, причому максимально стабільним є кардіоліпін. У роботі доведено, що дія ДНКази на етапі формування й на вже сформовані мікробні спільноти призводить до порушення їх утворення, зменшення біомаси й зниження кількості КУО [2]. Другим напрямом дослідників цієї наукової роботи було вивчення впливу екзогенних протеолітичних ферментів на бактерії [3]. Були отримані результати, що характеризувалися особливостями, а саме: зареєстровано зниження виживання бактерій у біоплівках у присутності антибіотиків й ферментів, узятих у концентраціях, при яких вони окремо не змінювали КУО в угрупованні. У присутності папаїну КУО у біоплівках при дії різних антибіотиків знижувалось у 24 рази, а у присутності вобензиму - у 2-10 разів. Було вивчено й здатність формування біоплівок збудників урологічних інфекцій й доведено, що біомаса бактерій - збудників урологічних інфекцій знижується при введенні у комірки фторхінолонів (левофлоксацину) й показано, що вони є антибіотиками, які здатні долати стабільні ліпіди біоматриксу й впливати на біомасу вже існуючої біоплівки. Фахівцями Тверської державної медичної академії було вивчено здатність до формування біоплівок у мікроорганізмів, що є чинниками інфекційних процесів. Було встановлено, що концепція біоплівок торкається інфекційних уражень більшості органів й практично усіх штучних імплантів [4]. Отже, багатьма дослідниками доведено, що 80 % ізолятів здатні формувати біоплівку й колонізувати поверхні органів й тканин, насамперед легень й ран та викликати хронічну шпитальну інфекцію. Біоплівка утворюється і на медичних приладах, обладнанні та формує вогнища інфекції, боротьба з яким ускладнюється. Процеси формування біоплівок бактерій на слизовій оболонці порожнин організму людини та у зовнішньому середовищі є одним з актуальних питань екології мікроорганізмів й має велике медико-біологічне значення. Ці процеси є не менш цінними для розвитку нанобіології й розробки нових біотехнологій. Багато питань механізмів формоутворення міжклітинних контактів залишалися невирішеними й тільки застосування сучасної електронної мікроскопії відкрило можливості більш детального вивчення молекулярної організації структурних компонентів бактеріальної клітини й колоній, при цьому на достатньо великих поверхнях близько розташованих клітин, що формують біоплівки певних структур. В інституті молекулярної біології Єреванського державного університету протягом багатьох років проводяться дослідження з метою вивчення ультраструктурної архітектоніки міжклітинних контактів у біоплівках in vitro й in vivo. При дослідженні впливу бактерій на еукаріотичні клітини було встановлено різновид міжклітинних контактів у системі прокаріот - еукаріот, який проявляється адгезією й формоутворенням біоплівок бактерій на глікокаліксі поверхні епітелія слизової оболонки. Таким чином, виявлені ультраструктурні особливості міжклітинних контактів дозволяють вважати, що процес формування біоплівок у мікроорганізмів залежить як від структурної цитоархітектоніки поверхні мікроорганізмів, так і від функціонально-морфологічних показників субстрату [5]. Незважаючи на велику кількість робіт з дослідження функціонування біоплівок, на сьогодні залишається практично не вивченим питання утворення біоплівок на металі, що є вкрай важливим. Тому провідними дослідниками інституту мікробіології й вірусології НАН України було проведено багато експериментів з приводу вивчення формування біоплівок мікроорганізмів. Так, групою фахівців було вивчено динаміку сукцесійних змін у мікробній асоціації за умов формування біоплівки на поверхні сталі. Було доведено, що у процесі формування на поверхні 1 UA 80293 U 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 сталі біоплівки в мікробному угрупуванні відбуваються сукцесійні зміни. Домінування певної фізіологічної групи створює оптимальні умови для функціонування наступного виду мікроорганізмів, якій змінює попередній: першими поверхню колонізують гетеротрофні бактерії, що синтезують екзополімери, які сприяють формуванню структури біоплівки [6]. У теперішній час головною метою багатьох досліджень є боротьба з інфекційними чинниками захворювань, руйнування біоплівок мікроорганізмів та здатність впливати на формування їх в організмі. Зараз не викликає сумнівів необхідність перегляду концепції патогенезу різних інфекційних захворювань, зокрема гнійно-запальних процесів. У практичному відношенні це потребує використання новітніх методів діагностики й лікування. Особливу цікавість представляє визначення впливу оптичного випромінювання на суспензійну культуру мікроорганізмів - збудників гнійно-запальних процесів з метою визначення здатності формувати біоплівки in vitro. В клінічній та експериментальній практиці встановлена перспективність використання фотонної матриці для попередження та лікування багатьох різноманітних захворювань, зокрема гнійно-запальних. Відомий спосіб оцінки ефективності антимікробного впливу антибіотиків та ультразвукового випромінювання на патогенні бактерії, що існують у формі біоплівки [7], що полягає у створенні моделі бактеріальної біоплівки, вирощеної з біолюмінесцентних бактерій Vibrio fischeri, підборі доз впливу антибіотиків та ультразвукового випромінювання на бактеріальну біоплівку, реєстрації та оцінюванні антимікробного ефекту. Причому реєстрацію антимікробного ефекту проводять шляхом визначення інтенсивності світіння біолюмінесцентних бактерій Vibrio fischeri, a антимікробний ефект оцінюють за ступенем пригнічення інтенсивності світіння у порівнянні з контролем. Недоліками способу є визначення дії фізико-біологічних факторів на сформовану біоплівку, планктонні клітини не підлягали випромінюванню. Ступінь оцінки впливу фізикобіологічних факторів за біолюмінесценцією є обмеженим й потребує спеціального обладнання. Відомий спосіб фотодинамічної дії червоного (625 нм) й інфрачервоного (805 нм) випромінювання на бактерії P.Acnes, які оброблені фотосенсибілізаторами [8], що включає вивчення впливу оптичного випромінювання на адаптацію бактерій за життєздатністю, чисельністю популяції бактерій, морфологію колоній і особливості росту на живильних середовищах. Для аналізу морфології бактеріальних клітин через 24-72 години після опромінення готували мікропрепарати і забарвлювали за методом Грама; переглядали препарати шляхом світлової мікроскопії з об'єктивом × 90 під масляною імерсією, а також за допомогою цифрової мікрофотокамери ScopeTek. Але цей спосіб не передбачав вивчення впливу фотодинамічної дії червоного (625 нм) й інфрачервоного (805 нм) випромінювання на здатність до формування біоплівок бактеріями. Відомий спосіб діагностики ефективності фототерапії in vitro [9], що дозволяє обирати режими фотонного впливу залежно від індивідуальних особливостей реактивності хворого при соматичних захворюваннях. Для цього перед сеансом фототерапії у хворого беруть кров, ділять 2 її на дві серії, одну з яких опромінюють дозою 102-104 Дж/м , після чого проби інкубують впродовж 1 години у темряві, центрифугують, плазму відділяють від кліткових елементів, розбавляють фізіологічним розчином до об'ємного співвідношення 1:40, фотометрують на довжинах хвиль 370 и 410 нм, розраховують величину Кэ, при Кэ=1 роблять висновок про відсутність реакції крові на випромінювання та можливості припинення фототерапії, при Кэ1 очікують загострення процесу після опромінювання хворого. Зазначений спосіб не враховує вилучення етіологічного чинника захворювання й передбачає наявність центрифуги та спектрофотометру і проводиться в клінічній лабораторії. Відомі способи не забезпечують експериментального дослідження впливу оптичного випромінювання на здатність мікроорганізмів, збудників гнійно-запальних процесів, до формування біоплівок, як захисної форми їх існування. Вивчення цього аспекту in vitro є актуальною задачею для визначення дозування терапевтичного впливу оптичного випромінювання, насамперед, при гнійно-запальних процесах. Найбільш близьким до корисної моделі аналогом за сукупністю ознак є спосіб [10], в якому процес формування біоплівок, утворених мікроорганізмами, збудниками гнійно-запальних процесів, вивчають за допомогою визначення здатності штамів бактерій до адгезії на поверхні 96-коміркової полістиролової панелі, шляхом вимірювання оптичної щільності плівки, утвореної на поверхні комірок після інкубації інокуляту впродовж 18-24 години. Вимірювання оптичної щільності початкової бактеріальної суспензії - на "Densi-La-Meter" й доведення концентрації відповідно до ступенів за McFarland за допомогою суспензійного середовища. Для більш точного вимірювання оптичної щільності та її корекції бактеріальна суспензія, що відповідала 2 UA 80293 U 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 певному рівню за McFarland, інокулювалася у комірки панелі дозатором по 200 мкл у 4-х повтореннях. У якості негативного контролю вносилося 200 мкл поживного бульйону й суспензійного середовища. Кількість інокульованих планктонних клітин підраховувалося на фотометрі "Multiskan EX 355" при довжині хвилі 540 нм й виражалося в умовних одиницях оптичної щільності. В основу корисної моделі поставлено задачу створення способу, у якому за рахунок нової сукупності ознак, була б досягнута можливість досліджування впливу оптичного випромінювання фотонної матриці Коробова in vitro на формування біоплівок мікроорганізмами, збудниками гнійно-запальних процесів, для визначення ефективних засобів лікування хронічних інфекційних захворювань. Для вирішення поставленої задачі у способі, вибраному за найближчий аналог, що включає вимірювання оптичної щільності плівки, утвореної мікроорганізмами, збудниками гнійнозапальних процесів, на поверхні комірок полістиролової панелі після інкубації інокуляту протягом 18-24 годин, згідно з корисною моделлю, перед інкубацією інокульовані дослідні ізоляти розміщують у зону дії фотонної матриці Коробова та опромінюють протягом не менш ніж 15 хвилин, а потім за порівнянням оптичної щільності дослідних та контрольних сформованих біоплівок роблять висновок про ступінь плівкоутворення. Найкращого результату досягають, коли для опромінення використовують фотонну матрицю Коробова, що містить 24 світловипромінюючих елементів. Найкраще, коли інкубацію бактеріальної суспензії проводять протягом 18 годин з термостатуванням при температурі 37 °C у вологій камері. Як варіант, для опромінення використовують світлодіоди з довжиною хвилі випромінювання в діапазоні 470 нм. Як варіант, для опромінення використовують світлодіоди з довжиною хвилі випромінювання в діапазоні 627 нм. Здатність до формування біоплівок ізолятами під впливом оптичного випромінювання реєструють за зміною оптичної щільності порівняно з контрольними неопроміненими культурами. Спосіб здійснюють таким чином. Відразу після інокуляції ізолятів до комірок планшету (у 4-х повторах) їх опромінювали протягом 15 хвилин за допомогою фотонної матриці Коробова, складеної з 24 штук суперлюмінісцентних світлодіодів з довжиною хвилі випромінювання в діапазоні 470 нм, а потім з довжиною хвилі випромінювання в діапазоні 627 нм, і вимірювали оптичну щільність. Потім після 18 годинного термостатування проводили повторне вимірювання оптичної щільності. Контрольний, 1 планшет, не опромінювали, 2 планшет опромінювали червоним світлом, 3 планшет - синім. Визначення здатності штамів бактерій до адгезії на поверхні 96 коміркової полістиролових планшетів для імуноферментного аналізу. Вимірювали оптичну щільність вихідної бактеріальної суспензії на "Densi-La-Meter" й доводили її концентрацію відповідно до ступенів за McFarland за допомогою суспензійного середовища. Для більш точного вимірювання оптичної щільності та її корекції бактеріальну суспензію, що відповідала певному ступеню. Як негативний контроль вносили 200 мкл поживного бульйону. Кількість інокульованих планктонних клітин підраховували на фотометрі "Multiskan EX 355" при довжині хвилі 540 нм й виражали в умовних одиницях оптичної щільності. Після одержання бактеріальної суспензії з необхідною концентрацією мікроорганізмів у комірки планшета інокулюється по 200 мкл даної суспензії з відповідним поживним середовищем у 4 повтореннях з подальшою інкубацією згідно з умовами для кожної родини бактерій у вологому контейнері під закритою кришкою планшета. Після інкубації проводили підрахунок кількості клітин на рідері. З комірок панелі вилучали планктонні клітини й забарвлювали плівки. Для цього у комірку вносили 200 мкл фосфатного буферу й 15 мкл 1 % спиртового розчину кристалвіолету та інкубували 45 хвилин при кімнатній температурі. Після триразового промивання фосфатним буфером у комірки для екстракції фарби з плівки додавали 250 мкл 96 % етилового спирту та інкубували ще 45 хвилин при кімнатній температурі й вимірювали оптичну щільність цього розчину при довжині хвилі 540 нм. Інтенсивність забарвлення вмісту комірок (спирту у комірках) відповідала ступеню плівкоутворення. Кількісним вираженням ступеня утворення біоплівки є значення оптичної щільності, що виміряно на спектрофотометрі при 540 нм. Результат визначається в умовних одиницях оптичної щільності біоплівкоутворення мікроорганізмами. Суть запропонованої корисної моделі пояснюється прикладами. Приклад 1. Дослідження впливу оптичного випромінювання фотонної матриці Коробова in vitro на формування біоплівок наступних штамів P.vulgaris, P.mirabilis, S. pyogenes, та S.aureus. У результаті проведених досліджень було встановлено, що усі досліджувані мікроорганізми 3 UA 80293 U 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 варіабельно реагували на опромінення синіми та червоними світлодіодами. Так, після інкубації в продовж 24 годин й опромінення впродовж 15 хвилин синіми та червоними світлодіодами було встановлено, що здатність до формування біоплівок у протеїв різнилась: у ізолятів P.vulgaris, що опромінені червоними світлодіодами при оптичній щільності 1,03-1,15 одиниць здатність до формування біоплівки була вище, ніж при опроміненні синіми світлодіодами у 1,2 рази та порівняно з контролем при оптичній щільності 0,99-1,07 й 0,85-1,73 одиниць. Однак, стосовно здатності сформованої біоплівки продукувати планктонні клітини, було встановлено, що після опромінення червоними та синіми світлодіодами здатність до продукції планктонних клітин біоплівками P.vulgaris майже не різнилася між собою й позитивним контролем при оптичній щільності 0,95-1,03; 0,92-0,10 й 0,61-1,37 одиниць, відповідно. Зареєстровані результати свідчать про те, що через добу здатність до формування продукованими планктонними клітинами до утворення вторинних біоплівок суттєво різнилась. Так планктонні клітини P.vulgaris, що не опромінені (контроль) утворювали біоплівку щільністю 2,07-2,25 одиниць, а у планктонних клітин P.vulgaris, що були продуковані біоплівкою після опромінення червоними світлодіодами, здатність до формування щільної біоплівки знижувалась, порівняно із таким після опромінення синіми світлодіодами 1,12-1,22 й 1,25-1,41 одиниць оптичної щільності, відповідно, й порівняно з контролем відповідно у 1,9 й 1,6 рази, що говорить про втрату здатності до формування щільної біоплівки планктонними клітинами P.vulgaris, що були продуковані сформованими біоплівками після опромінення початкової суспензії культури P.vulgaris. Пригнічення здатності до формування біоплівок планктонними клітинами, що були продуковані сформованими біоплівками після опромінення інокуляту P.vulgaris червоними або синіми світлодіодами, було викликано зі зниженням здатності до адгезії P.vulgaris до субстрату. Що стосується здатності до біоплівкоутворення P.mirabilis після опромінення як червоними, так й синіми світлодіодами, істотної різниці між щільністю утворених біоплівок, відповідно 1,081,20 та 1,08-1,18 одиниць оптичної щільності, не було виявлено. Також щільність сформованих біоплівок не відрізнялись від контролю, що дорівнювала 1,05-1,17 одиниць оптичної щільності. Однак здатність сформованих біоплівок виділяти планктонні клітини достовірно різнилась. Так, кількість планктонних клітин, що продуковані біоплівкою, сформованою після опромінення штамів P.mirabilis червоними світлодіодами, була у 1,5 рази вище, ніж після опромінення синіми світлодіодами, кількість яких дорівнювала контрольних значень. Інша картина спостерігалась при дослідах із S.pyogenes. Так при опроміненні червоними світлодіодами щільність біоплівки дорівнювала 0,87-1,47 одиниці, як й у контролі, а при опроміненні синіми світлодіодами, щільність біоплівки знижується, але ця різниця не достовірна. Цей факт заслуговує особливої уваги тому, що, на перший погляд, різниці до здатності у формуванні біоплівок майже немає, але здатність продукувати планктонні клітини достовірно відрізняється. При опроміненні червоними світлодіодами здатність виділяти планктонні клітини пригнічується у 1,6 разу, а при опроміненні синіми світлодіодами у 2,2 разу, порівняно з контролем, що є дуже важливим при призначенні адекватної терапії й розрахунку дози протимікробних засобів. При дослідах на штамах S.aureus було виявлено, що при опроміненні червоними світлодіодами здатність до плівкоутворення достовірно знижувалась порівняно з контролем, відповідно оптична щільність складала 0,51-0,67 та 0,81-0,87 одиниць, а при опроміненні синіми світлодіодами різниці між контролем не встановлено, відповідно 0,77-0,89 та 0,81-0,87 одиниць оптичної щільності. Надалі в обох випадках, сформовані після опромінення суспензійної культури біоплівки активно продукували планктонні клітини. Причому, після опромінення червоними світлодіодами активність вилучення планктонних клітин підвищувалась у 2,7 рази порівняно з контролем при оптичній щільності, відповідно, 1,883-2,437 та 0,115-1,315 одиниць, а після опромінення синіми світлодіодами вилучення планктонних клітин підвищувалась у 1,7 рази, тобто 0,52-1,92 одиниць оптичної щільності, що сприяло утворенню більш щільної вторинної біоплівки. Це може бути пов'язано з факторами, що захищають S.aureus, таких як: пігменти, плазміди, індуктивні ферменти, тощо. Приклад 2. Досліджування комплексного впливу хіміотерапевтичних препаратів та оптичного випромінювання фотонної матриці Коробова in vitro на формування біоплівок клінічних та референтних штамів P.mirabilis, К.рnеumоnіае, E.coli, P.aeruginosa та. S.aureus. За умов комплексного впливу світлодіодного випромінювання й хіміотерапевтичних препаратів на суспензійну культуру P.mirabilis було встановлено, що тільки у 6,2 % випадків ізоляти були чутливі до хіміотерапевтичних препаратів цефалоспоривного ряду під впливом синього світла порівняно з комплексною дією червоного світла та контролем. 4 UA 80293 U 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 Аналіз результатів впливу світлодіодного випромінювання й хіміотерапевтичних препаратів на ізоляти К.рnеumоnіае показав, що при комбінованому застосуванні синього світла й цефатоксиму та цефтриаксону у концентрації 64 мкг/мл; цефтазидиму та цефепіму у концентрації 32 мкг/мл; ципрофлоксацину у концентрації 4 мкг/мл відбувається пригнічення росту й розмноження ізолятів. Що стосується впливу хіміотерапевтичних препаратів й світлодіодного випромінювання на ізоляти E.coli, то слід відмітити той факт, що усі ізоляти були активно чутливі до препаратів цефалоспориного ряду (8 мкг/мл) й ципрофлоксацину (1 мкг/мл), а до амікацину - при дії концентрації 32 мкг/мл. Оцінка випливу світлодіодного випромінювання й протимікробних препаратів на P.aeruginosa, показала, що ізоляти були полірезистентні, але у 87,5 % випадків до цефепіму (32 мкг/мл), і у 23,4 % випадків до гентаміцину (8 мкг/мл), 12,3 % випадків до амікацину (32 мкг/мл) й у 47,2 % - до ципрофлоксацину (4 мкг/мл) під впливом синього світла ізоляти виявляли чутливість. При застосуванні даного методу для визначення антибіотикочутливості ізолятів S.aureus під впливом червоного світла та хіміотерапевтичних препаратів було виявлено, що більшість штамів були резистентні до доксицикліну, а саме від 69 до 88 %. Під впливом як синього, так й червоного світла та хіміотерапевтичних препаратів до ципрофлоксацину й ванкоміцину штами S.aureus були чутливі. До інших хіміотерапевтичних препаратів ізоляти проявили варіабельну активність. Отримані дані свідчать про наявність вираженого впливу різних видів оптичного випромінювання на швидкість росту S.aureus. Вплив червоного світла викликає уповільнення зростання оптичної щільності, при впливі синього випромінювання відмічено зниження швидкості зростання оптичної щільності, а саме вплив синього випромінювання викликав затримку зростання оптичної щільності на 10,7 %. Запропонований спосіб може бути використаний для визначення оптимальних схем комплексної терапії гнійно-запальних процесів із застосуванням фотонної матриці Коробова й протимікробних засобів в умовах моделювання в доклінічних експериментах. Джерела інформації: 1. Пуріш Л.М. Динаміка сукцесійних змін у сульфідогенній мікробній асоціації за умов формування біоплівки на поверхні сталі / Л.М. Пуріш, Л.Г. Асауленко // Мікробіол. журнал. 2007. - Т. 69, № 6. - С. 19-25; Olson M. Biofilm bacteria: formation and comparative susceptibility to antibiotics / M. Olson // Can J Vet Res. - 2002. - № 66(2). - P. 86-92. 2. Tец В.В. Бактериальные сообщества. В кн.: Клеточные сообщества под ред. В. Теца. Санкт-Петербург: Изд-во СПбГМУ, 1998. - С. 15-73; Тец Г.В. Роль внеклеточной ДНК и липидов матрикса во взаимодействии бактерий биопленок с антибиотиками: автореф. дис. на соискание науч. степени канд. мед. наук: спец.03.00.07 "Микробиология" /Г.В. Тец. - Сант-Петербург, 2007. - 22, [1] с; O'Toole G.A. Biofilm formation as microbial development / G.A. O'Toole, H.B. Kaplan, R. Kolter // Ann Rev Microbiol. - 2000. - № 54. - P. 49-79. 3. Тец В.В. Влияние экзогенных протеолитических ферментов на бактерии [Електронний ресурс]: бібліотека і доступність інформації у сучасному світі: електронні ресурси науці, культури та освіти / В.В. Тец, Г.Ю. Кнорринг, Н.К. Артеменко // Біохімічні основи ензімотерапії. 2009. - С. 6-15. - Режим доступу до журн.: http:www/solvay-pharma.ru. 4. Михайлова Е.С. Способность к формированию биопленок у микроорганизмов, выделенных их верхних отделов ЖКТ больных хроническим холециститом и ЖКБ / Е.С. Михайлова, Ю.В. Червинец // Успехи современного естествознания. - 2009. - № 7. - С. 5-9. 5. Овнанян К.О. Ультраструктурная архитектоника межклеточных контактов в биопленках бактерий in vivo и in vitro / К.О. Овнанян, А.А. Трчунян // Национальная академия Армении. 2009. - № 1. - С. 78-85. 6. Протасова М.О. Дослідження структури біоплівок, сформованих бактеріями циклу сірки на металевих матрицях / М.О. Протасова, В.Г. Лазарев, І.П. Козлова // Мікробіологічний журнал. 2006. - Т.68, № 5. - С. 80-86. 7. Пат. RU № 2457254, C12Q 1/04, C12N 13/00, опубл. 27.07.2012. - Способ оценки эффективности антимикробного воздействия антибиотиков и ультразвукового излучения на патогенные бактерии, существующие в форме биопленки / Южный федеральный университет. 8. Тучина Е.С. Оценка фотодинамического воздействия in vitro на бактерии из микробиоценозов ротовой полости и кожи человека: автореф. дис. на соискание уч.спеп. к.б.н.: спец. 03.00.16 "Экология"; 03.00.07 "Микробиология»/ Е.С.Тучина. - Саратов, 2008 - 20 с. 9. Патент RU № 2018830, G01N 33/48, опубл. 30.08.1994. - Способ диагностики эффективности фототерапии / Горьковский медицинский институт им. С.М. Киров, Нижегородский государственный медицинский институт. 5 UA 80293 U 10. Патент UA № 47944, G09B 23/00, опубл. 25.02.2010, Бюл. № 4. - Спосіб відтворення біоплівок мікроорганізмів in vitro/ Харківський національний медичний університет. ФОРМУЛА КОРИСНОЇ МОДЕЛІ 5 10 15 20 1. Спосіб визначення впливу випромінювання фотонної матриці Коробова на здатність до формування біоплівок мікроорганізмами in vitro, що включає вимірювання оптичної щільності плівки, утвореної мікроорганізмами, збудниками гнійно-запальних процесів, на поверхні комірок полістиролової панелі після інкубації інокуляту впродовж 18-24 години, який відрізняється тим, що перед інкубацією інокульовані дослідні ізоляти розміщують у зону дії фотонної матриці Коробова та опромінюють протягом не менш ніж 15 хвилин, а потім за порівнянням оптичної щільності дослідних та контрольних сформованих біоплівок роблять висновок про ступінь плівкоутворення. 2. Спосіб за п. 1, який відрізняється тим, що для опромінення використовують фотонну матрицю Коробова, що містить 24 світловипромінюючі елементи. 3. Спосіб за п. 1 або п. 2, який відрізняється тим, що для опромінення використовують світлодіоди з довжиною хвилі випромінювання в діапазоні 470 нм. 4. Спосіб за п. 1 або п. 2, який відрізняється тим, що для опромінення використовують світлодіоди з довжиною хвилі випромінювання в діапазоні 627 нм. 5. Спосіб за п. 3 або п. 4, який відрізняється тим, що інкубацію бактеріальної суспензії проводять протягом 18 годин з термостатуванням при температурі 37 °C у вологій камері. Комп’ютерна верстка А. Крулевський Державна служба інтелектуальної власності України, вул. Урицького, 45, м. Київ, МСП, 03680, Україна ДП “Український інститут промислової власності”, вул. Глазунова, 1, м. Київ – 42, 01601 6